Las bacterias, su nutrición y crecimiento : una mirada desde la química.

Bacteria, nutrition and growth : a look from chemistry.

La nutrición es un conjunto procesos y reacciones mediante las cuales los seres vivos toman del medio, en el que habitan, las sustancias químicas que necesitan para crecer, multiplicarse y hacer uso de la energía. Las sustancias mencionadas anteriormente, se denominan nutrientes y son utilizadas con dos fines: energéticos cuando se requieren para el mantenimiento y biosintéticos cuando se demandan para la síntesis de componentes (anabolismo) En el primer caso (energéticos) las bacterias se dividen en litótrofas cuando hacen uso de sustancias inorgánicas simples como (SH2 , S, NH3 , NO2 -, Fe, entre otras); y organótrofas cuando su requerimiento es de sustancias orgánicas (carbohidratos, hidrocarburos, lípidos, proteínas y alcoholes entre otras). En el segundo caso (biosintéticos), se pueden diferenciar en: autótrofas, cuando la síntesis la realizan a partir de sustancias inorgánicas simples (CO2) y heterótrofas cuando su fuente de carbono es orgánica, pero también pueden utilizar otros elementos distintos al C, que pueden ser captados en forma inorgánica. Sean autótrofas o heterótrofas, todas las bacterias requieren de una serie de sustancias químicas, que se pueden clasificar en macronutrientes o micronutrientes de acuerdo con la cantidad que de estas se requieran de estas sustancias que sean requeridas.

1. Bonnet M, Lagier JC, Raoult D, Khelaifia S. Cultivo bacteriano a través de condiciones selectivas y no selectivas: la evolución de los medios de cultivo en microbiología clínica. Nuevos microbios Nueva infección . 2019; 34: 100622. Publicado el 30 de noviembre de 2019 doi: 10.1016/j.nmni.2019.100622.
2. Lagier JC, Hugon P., Khelaifia S., Fournier PE, La Scola B., Raoult D. El renacimiento de la cultura en microbiología a través del ejemplo de la culturómica para estudiar la microbiota intestinal humana. Clin Microbiol Rev. 2015; 28: 237–264. - PMC – PubMed
3. Power DA, Johnson JA 2ª ed. Becton, Dickinson and Company; Chispas: 2009. Manual de Difco ™ y BBL ™.
4. Lagier JC, Edouard S, Pagnier I, Mediannikov O, Drancourt M, Raoult D. Current and past strategies for bacterial culture in clinical microbiology. Clin Microbiol Rev. 2015;28(1):208-236. doi:10.1128/CMR.00110-14
5. Corrales LC, Antolinez DM, Bohórquez JA, Corredor AM. 2015. Anaerobic bacteria: processes they perform and their contribution to life sustainability on the planet. Universidad Colegio Mayor de Cundinamarca. Bogotá, Colombia.
6. Kumar S. JP Medical Ltd; Nueva Delhi: 2012. Libro de texto de microbiología.
7. Atlas RM 3ª ed. CRC Press; Boca Raton, FL: 2010. Manual de medios microbiológicos. [Google Scholar]
8. Petrucci, R. Herring, F. Madura, J. Bissonnette, C. Química General. Principios y aplicaciones modernas. 11ª edición. Editorial Pearson. 2017.
9. Karp, Gerald. (2009). Biología Celular y Molecular. Editorial McGrawHill, 5.ª edición. México.
10. Atlas RM 3ª ed. CRC Press; Boca Raton, FL: 2010. Manual de medios microbiológicos. [Google Scholar]
11. Kumar S. JP Medical Ltd; Nueva Delhi: 2012. Libro de texto de microbiología. [Google Scholar]
12. Bernal, G.; Illanes, A. y Ciampi, L. Isolation and partial purification of a metabolite from a mutant strain of Bacillus sp. Electronic Journal of Biotechnology, On line. [Consultado 18-06-2020]. Disponible en: http://www/ejbiotechnology.info/content/vol5/1550c1/index.html
13. Angulo-Cortés Jimena P, García-Díaz Anamaría , Pedroza Aura Marina, María Mercedes Martínez-Salgado , Viviana Gutiérrez-Romero. Diseño de un medio para la producción de un co-cultivo de bacterias fosfato solubilizadoras con actividad fosfatasa. SICI: 2012, Vol. 17 N° 1: 43-52
14. Corrales Ramirez, Lucía Constanza; Arevalo Galvez, Zuly Yurieth And Moreno Burbano, Vanessa Estefanía. Solubilización de fosfatos: una función microbiana importante en el desarrollo vegetal. Nova. 2014, vol.12, n.21, pp.68-79. ISSN 1794-2470.
15. Corrales Ramírez Lucía Constanza, Liliana Caycedo Lozano, María Angélica Gómez Méndez , Sonia Julieth Ramos Rojas , Jessica Natalia Rodríguez Torres. Bacillus spp: una alternativa para la promoción vegetal por dos caminos enzimáticos. NOVA. 2017; 15 (27): 45-65.
16. Corrales L., Ávila. S., Estupiñán. M., Bacteriología Teoría y Práctica. Bogotá- Colombia: Editorial Universidad Colegio Mayor De Cundinamarca; 2013.
17. Duncan SH, Hold GL, Harmsen HJ, Stewart CS, Flint HJ Requisitos de crecimiento y productos de fermentación de Fusobacterium prausnitzii, y una propuesta para reclasificarlo como Faecalibacterium prausnitzii gen. nov., peine. nov. Int J Syst Evol Microbiol. 2002; 52 : 2141–2146.
18. Dunn MS, Shankman S., Camien MN, Block H. Los requisitos de aminoácidos de veintitrés bacterias de ácido láctico. J Biol Chem. 1947; 168 : 1–22.
19. Magdoub MN, Hassan ZM, Effat BA, Sadek ZI, Tawfik NF, Mabrouk AM Propiedades probióticas de algunas bacterias de ácido láctico aisladas de productos lácteos egipcios. Int J Curr Microbiol Appl Sci. 2015; 4 : 758–766. [Google Scholar]
20. Wozniak RA, Fouts DE, Spagnoletti M, et al. Genómica comparativa de ICE: información sobre la evolución de la familia de ICE SXT / R391. PLoS Genet . 2009; 5 (12): e1000786. doi: 10.1371/journal.pgen.1000786
21. Werkman CH, Wilson PW Academic Press Inc .; Nueva York: 1951. Fisiología bacteriana. [Google Scholar]
22. Organización Panamericana de la Salud, Peligros Biológicos. Consultado junio 18 de 2020. Disponible en: https://www.paho.org/hq/index.php?option=com_content&view=article&id=10838:2015-peligros-biologicos&Itemid=41432&lang=en
23. Chodavarapu S, Kaguni JM. Iniciación de replicación en bacterias. Las enzimas . 2016; 39: 1-30. doi: 10.1016 / bs.enz.2016.03.001.
24. Surovtsev IV, Jacobs-Wagner C. Organización subcelular: una característica crítica de la replicación de células bacterianas. Celular . 2018; 172 (6): 1271-1293. doi: 10.1016/j.cell.2018.01.014.
25. Peitz I, van Leeuwen R. Single-cell bacteria growth monitoring by automated DEP-facilitated image analysis. Lab Chip. 2010;10(21):2944-2951. doi:10.1039/c004691d.
26. Willis L, Huang KC. Dimensionar el ciclo celular bacteriano. Nat Rev Microbiol . 2017; 15 (10): 606-620. doi: 10.1038/nrmicro.2017.79.
27. Kim K, Kim S, Jeon JS. Visual Estimation of Bacterial Growth Level in Microfluidic Culture Systems. Sensors (Basel). 2018;18(2):447. Published 2018 Feb 3. doi:10.3390/s18020447
28. Georgiou PC, Mouton JW, Pournaras S, Meletiadis J. Cuantificación bacteriana en homogeneizados de tejidos de estudios farmacodinámicos in vivo utilizando curvas de crecimiento. J Med Microbiol . 2020; 69 (5): 676-684. doi: 10.1099/jmm.0.001183.
29. Corrales L., González A., Ávila S., Conceptos Básicos de Microbiología. Bogotá- Colombia: Editorial Universidad Colegio Mayor de Cundinamarca; 2008.
30. Kim K, Choi D, Lim H, Kim H, Jeon JS. Examen in situ basado en marcadores de visión del crecimiento bacteriano en medios de cultivo líquidos. Sensores (Basilea) . 2016; 16 (12): 2179. Publicado el 18 de diciembre de 2016 doi: 10.3390 / s16122179
31. Afzal I, Shinwari ZK, Sikandar S, Shahzad S. Plant beneficial endophytic bacteria: Mechanisms, diversity, host range and genetic determinants. Microbiol Res. 2019;221:36-49. doi: 10.1016/j.micres.2019.02.001
32. Prescott LM, Willey JM, Sherwood LM, Woolverton CJ 5ème edition. De Boeck Supérieur; Louvain-la-Neuve: 2018. Microbiología.
33. Madigan, m.t., Martinko j. M., Parker, J. Brock Biología de los microorganismos. 8va edición. Editorial Prentice Hall. Madrid 2002.
34. Marín B. Manual de química del agua. Editorial Universidad del Magdalena. Santa Martha. Colombia. 2009; 17.
35. Wijtzes T, McClure PJ, Zwietering MH, Roberts TA. Modelling bacterial growth of Listeria monocytogenes as a function of water activity, pH and temperature. Int J Food Microbiol. 1993;18(2):139-149. doi: 10.1016/0168-1605(93)90218-6
36. Levar CE, Hoffman CL, Dunshee AJ, Toner BM, Bond DR. Redox potential as a master variable controlling pathways of metal reduction by Geobacter sulfurreducens. ISME J. 2017;11(3):741-752. doi:10.1038/ismej.2016.146
37. Levar CE, Chan CH, Mehta-Kolte MG, Bond DR. An inner membrane cytochrome required only for reduction of high redox potential extracellular electron acceptors. mBio. 2014;5(6):e02034. Published 2014 Nov 25. doi: 10.1128/mBio.02034-14
38. Singh S, Eldin C, Kowalczewska M, Raoult D. Axenic culture of fastidious and intracellular bacteria. Trends Microbiol. 2013;21(2):92-99. doi: 10.1016/j.tim.2012.10.007
39. Volker Gurtier, Jack Trevors. Methods in Microbiology. Vol 45. Microbiology of Atypical Environments. Academic press – Elsevier . 2018. ISBN: 978-0-12-81814604-0
40. Dione N, Khelaifia S, La Scola B, Lagier JC, Raoult D. A quasi-universal medium to break the aerobic/anaerobic bacterial culture dichotomy in clinical microbiology. Clin Microbiol Infect. 2016;22(1):53-58. doi: 10.1016/j.cmi.2015.10.032
41. Lagier JC, Edouard S, Pagnier I, Mediannikov O, Drancourt M, Raoult D. Current and past strategies for bacterial culture in clinical microbiology. Clin Microbiol Rev. 2015;28(1):208-236. doi: 10.1128/CMR.00110-14
42. Atiaja Espin Diana Maribel Ramirez Guano Silvia Elizabeth. Trabajo de investigación Resistencia antimicrobiana de bacterias patógenas presentes en el agua del río Chanchán. Riobamba – Ecuador 2019.
43. Jennifer T. Lau, Fiona J. Whelan , Isiri Herath , Christine H. Lee, Stephen M. Collins, Premysl Bercik, Michael G. Surette. Capturing the diversity of the human gut microbiota through culture-enriched molecular profiling. Genome Medicine (2016) 8:72. DOI 10.1186/s13073-016-0327-7
44. Vilaseca Méndez Juan C., Tamargo Martínez Isis, Pérez Monrrás Miriam. Producción y purificación parcial de la hemolisina principal (Neumolisina) de Streptococcus pneumoniae. Rev Cubana Med Trop [Internet]. 1999 Dic [citado 2020 Jun 25] ; 51( 3 )160-165. Disponible en: http://scielo.sld.cu/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0375-07601999000300004&lng=es.
45. Bakás L, Maté S, Vazquez R, Herlax V. E. coli alpha-hemolysin and properties. Chapter 4. En: Ekinci D, editor. Biochemistry. Rijeka (Croacia): InTech; 2012. p. 107-40.
46. Rodwell Victor W., David A. Bender, Kathleen M. Botham, Peter J. Kennelly, P. Anthony Weil. Harper. Bioquímica ilustrada, 30 ed. P
47. Xiaodong Wang, Tony Saba, Humphrey HP Yiu, Russell F. Howe, James A. Anderson, Jiafu Shi. Cofactor NAD (P) H Regeneración inspirada en vías heterogéneas. Chem, Volume 2, Issue 5, 11 de mayo de 2017 , páginas 621-654. [citado junio 25 de 2020]. Disponible: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S2451929417301754
48. Chun-Hsing Liao, Chih-Cheng Lai, Meng-Shuian Hsu, Fang-Yeh Chu, Mei-Yu Wu, Yu-Tsung Huang, Po-Ren Hsueh.eSusceptibilidad antimicrobiana de aislamientos de Neisseria gonorrhoeae determinados por la dilución de agar, difusión de disco y métodos Etest: comparación de resultados usando agar GC y agar chocolate. Revista internacional de agentes antimicrobianos. Volumen 35, Número 5, mayo de 2010 , páginas 457-460.
49. Yen-HungLiu, Yu-TsungHuang, Chun-HsingLiao, Po-RenHsueh. Antimicrobial susceptibilities and molecular typing of neisseria gonorrhoeae isolates at a medical centre in Taiwan, 2001–2013 with an emphasis on high rate of azithromycin resistance among the isolates. International Journal of Antimicrobial Agents. Volume 51, Issue 5, May 2018, Pages 768-774May 2018, Pages 768-774
50. Koneman, E. Diagnóstico Microbiológico. 6ª edición. Editorial medica panamericana. España. 2008.
51. Atiaja Espin Diana Maribel Ramirez Guano Silvia Elizabeth. TRABAJO DE INVESTIGACIÓN Resistencia antimicrobiana de bacterias patógenas presentes en el agua del río Chanchán. Riobamba – Ecuador 2019.
52. Shaw Carol E. , Michele E. Forsyth , William R. Bowie , William A. Black. Identificación presunta rápida de Gardnerella vaginalis ( Haemophilus vaginalis ) de medios de agar sangre humana. Journal of Clinical Microbiology Jul 1981, 14 (1) 108-110.
53. Alexander Swidsinski, Werner Mendling, Vera Loening-Baucke Sonja Swidsinski Yvonne Dörffel Jürgen Scholze bHerbert Lochs . Una biopelícula adherente de Gardnerella vaginalis persiste en el epitelio vaginal después de la terapia estándar con metronidazol oral. Revista estadounidense de obstetricia y ginecología. Volumen 198, Número 1 , enero de 2008, páginas 97.e1-97.e6Enero de 2008 , páginas 97.e1-97.e6
54. Culture for urethral gonorrhea from asymptomatic men positive for neisseria gonorrhoeae by urine aptima combo 2 testing (Poster) Melanie Bissessor*. Melbourne Sexual Health Centre, Sexual Health, Carlton, Australia 10.1136/sextrans-2019-sti.692. https://sti.bmj.com/content/95/Suppl_1/A275.3?utm_content=americas&utm_campaign=usage&utm_medium=cpc&utm_source=trendmd
55. Amanda Beverly , Jill R. Bailey-Griffin , Jane R. Schwebke. Placas de agar InTray GC medio frente a agar Thayer-Martin modificado para el diagnóstico de gonorrea a partir de muestras endocervicales. JCM. Vol 38.10.3825-3826.2000
56. Corrales Ramírez LC, Sánchez Leal LC, Escucha Rodríguez FA. Determinación de la presencia de bacterias patógenas para el humano en aguas de riego en la cuenca alta de la sabana de Bogotá; D.C. Colombia. NOVA [Internet]. 31dic.2014 [citado 25jun.2020];12(22). Available from: https://revistas.unicolmayor.edu.co/index.php/nova/article/view/277
57. WO Grabow , M du Preez, Comparison of m-Endo LES, MacConkey, and Teepol Media for Membrane Filtration Counting of Total Coliform Bacteria in Water . Applied and environmental microbiology, Vol. 38, No. 3. Sept. 1979, p. 351-358
58. Atiaja Espin Diana Maribel Ramirez Guano Silvia Elizabeth. TRABAJO DE INVESTIGACIÓN Resistencia antimicrobiana de bacterias patógenas presentes en el agua del río Chanchán. Riobamba – Ecuador 2019.
59. Perçin D, Colakoğlu S, Durmaz S, Ekincioğlu P. Rektal Sürüntü Örneklerinde Karbapeneme Dirençli Klebsiella pneumoniae Taranmasında Klasik Yöntemlerle Ertapenemli EMB Besiyerinin Karşılaştırılması [Comparison of ertapenem-EMB Agar with traditional methods for screening carbapenem-resistant Klebsiella pneumoniae from rectal swabs]. Mikrobiyol Bul. 2012;46(4):546-552.
60. Cuamatzi Tapia Óscar, Bioquímica de los procesos metabólicos. Reverte, 2004, p 50.
61. Guodong Zhang, Keith A. Lampel. Comparison of Chromogenic Biolog Rainbow Agar Shigella/Aeromonas with Xylose Lysine Desoxycholate Agar for Isolation and Detection of Shigella spp. from Foods. Journal of Food Protection, Vol. 73, No. 8, 2010, Pages 1458–1465
62. J. M. Perez, P. Cavalli, C. Roure, R. Renac, Y. Gille, A. M. Freydiere. Comparison of Four Chromogenic Media and Hektoen Agar for Detection and Presumptive Identification of Salmonella Strains in Human Stools. Journal of Clinical Microbiology, Vol. 41, No. 3. Mar. 2003, p. 1130–1134
63. Oliva-Menacho José Enrique, García-Hjarles Marco Antonio, Oliva-Candela José Arturo, De la Cruz-Roca Hugo Saturnino. Contamination of medical stethoscopes with pathogenic bacteria in a level III hospital in Lima, Peru. Rev Med Hered [Internet]. 2016 Abr [citado 2020 Jun 25] ; 27( 2 ): 83-88. Disponible en: http://www.scielo.org.pe/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1018-130X2016000200003&lng=es. ; http://dx.doi.org/10.20453/rmh.v27i2.2842.
64. Adrián J. Acuña, Cecilia F. Torres, Graciela N. Pucci, Oscar H. Pucci. Evaluación del tiempo de vida de bacterias potencialmente patógenas en sedimentos marinos. Revista de la Sociedad Venezolana de Microbiología 2011; 31:124-129.
65. Sejas Claros Alfredo, Zurita Céspedes Brian Iván, Rodríguez Álvarez María Ximena, Espinoza Amurrio Jhasmany Brian, Sejas Revollo Magaly. PREVALENCIA DE STAPHYLOCOCCUS AUREUS EN PORTADORES NASALES DEL PERSONAL DE ENFERMERIA - HOSPITAL VIEDMA. Rev Cient Cienc Méd [Internet]. 2016 [citado 2020 Jun 25] ; 19( 1 ): 29-33. Disponible en: http://www.scielo.org.bo/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1817-74332016000100006&lng=es.
66. Gabriela Nogueira Viçosa Paula Mendonça Moraes Anderson Keizo Yamazi Luís Augusto Nero. Enumeración de Staphylococcus spp. Coagulasa y termonucleasas positivas . en leche cruda y queso blando fresco: una evaluación de agar Baird-Parker, agar de fibrinógeno de plasma de conejo y el sistema de conteo Petrifilm ™ Staph Express. Microbiología de Alimentos, Volumen 27, Número 4 , junio de 2010, páginas 447-452Junio de 2010 , páginas 447-452. [citado junio 25 de 2020], disponible: https://www.sciencedirect.com/science/article/abs/pii/S0740002009002846
67. Angela Di Pinto, Valentina Terio, Lucia Novello, Giuseppina Tantillo. Comparación entre el agar tiosulfato-citrato-sal biliar sacarosa (TCBS) y CHROMagar Vibrio para aislar Vibrio parahaemolyticus. Control de alimentos. Volumen 22, Número 1 , enero de 2011 , páginas 124-127. [Citado 25 de junio 2020]. Disponible: https://www.sciencedirect.com/science/article/abs/pii/S0956713510001957
68. S Rishi , P Sinha , B Malhotra , N Pal. Un estudio comparativo para la detección de micobacterias por bactec MGIT 960, lowenstein jensen media y examen directo de frotis AFB. Reviasta India de Microbiología Médica, Año : 2007 | Volumen : 25 | Problema : 4 | Página : 383-386. [citado junio 20 de 2020]. Disponible: http://www.ijmm.org/article.asp?issn=0255-0857;year=2007;volume=25;issue=4;spage=383;epage=386;aulast=rishi
69. Corrales LC, Antolinez Romero DM, Bohórquez Macías JA, Corredor Vargas AM. Identificación de microbiota bucal en caninos en estado de abandono. nova [Internet]. 15 de noviembre de 2019 [citado 25 de junio de 2020];17(32):39 -64. Disponible en: https://hemeroteca.unad.edu.co/index.php/nova/article/view/3632
70. José Manuel Ruiz- Giardin, Mercedes Alonso, JerónimoJaquetti, SusanaSánchez, TeresaSaldaña, AntonioZapatero. Diagnostic reliability of anaerobic blood cultures in bacteremias from a critical care unit. Medicina Clínica. Volume 132, Issue 19, 23 May 2009, Pages 729-734. [citado Junio 20 de 2020]. Disponible: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0025775309005260
71. M. R. Litterio Bürki, H. Lopardo. La anaerobiosis más allá de las bacterias anaerobias. Su importancia en la recuperación de microorganismos aerobios a partir de materiales purulentos. Revista Argentina de Microbiología (2010) 42: 102-107 ISSN 0325-7541 [ citado 12 de junio de 2020]. Disponible: https://www.redalyc.org/pdf/2130/213014892007.pdf