Determinación de los genes, 16S ADNr, polA, y TpN47, en la detección de Treponema pallidum subsp. pallidum para el diagnóstico de sífilis congénita

Determination of genes, 16 S A DNr, p ol A, and Tp N 4 7, in the detection of Treponema pallidum subsp. pallidum in the diagnosis of congenital syphilis

Objetivo. comparar el comportamiento de tres genes diana 16S ADNr, polA, y TpN47, para la detección de T. pallidum subsp. Pallidum. Métodos. Se usaron técnicas moleculares como la reacción en cadena de la polimerasa en muestras de cordón umbilical . Mediante PCR convencional, PCR anidada y PCR en tiempo real se amplificaron blancos moleculares del microorganismo. Resultados. Se evidenció que con los tres genes por PCR convencional se obtienen similares resultados, pero por con PCR anidada y PCR en Tiempo Real, el gen TpN47 tiene mayor sensibilidad en comparación con los genes polA y 16S ADNr. Se concluye que el gen TpN47 se puede usar como blanco molecular para el diagnóstico oportuno de sífilis congénita por medio de PCR anidada y en tiempo real, ya que alcanzó la máxima sensibilidad y especificidad en este estudio.

1. Organización Panamericana de la Salud. Iniciativa regional para la eliminación de la transmisión materno-infantil de VIH y de la sífilis congénita en América Latina y el Caribe: documento conceptual. Montevideo, Uruguay: OPS, 2009. Publicación Científica CLAP/SMR 1569.
2. Organización Mundial de la Salud. Infecciones de transmisión sexual. Suiza: Nota descriptiva Nº110, Noviembre de 2013 [consultado el 9 de Noviembre de 2015]. Disponible en http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs110/es/
3. Ministerio de Salud y Protección Social. Guía de Práctica Clínica (GPC) basada en la evidencia para la atención integral de la sífilis gestacional y congénita. Bogotá, Colomiba: MinSalud, 2014. GPC-2014-41.
4. Organización Panamericana de la Salud. Sífilis Materna y Sífilis Congénita: Definiciones de Caso, Boletin Epidemiologico. Estados Unidos: OPS, 2005. Vol. 26, No. 1.
5. Jethwa HS, Schmitz JL, Dallabetta G, Behets F, Hoffman I, Hamilton H, et al. Comparison of molecular and microscopic techniques for detection of Treponema pallidum in genital ulcers. J Clin Microbiol. 1995; 33(1): 180-183.
6. Grimprel E, Sanchez PJ, Wendel GD, Burstain JM, McCracken Jr, GH, Radolf JD, et al. Use of polymerase chain reaction and rabbit infectivity testing to detect Treponema pallidum in amniotic fluid, fetal and neonatal sera, and cerebrospinal fluid. J Clin Microbiol. 1991; 29(8): 1711-1718.
7. Genest DR, Choi-Hong SR, Tate JE, Qureshi F, Jacques SM, Crum C. Diagnosis of congenital syphilis from placental examination: comparison of histopathology, Steiner stain, and polymerase chain reaction for Treponema pallidum DNA. Hum Pathol. 1996; 27(4): 366-372.
8. Cruz AR, Pillay A, Zuluaga AV, Ramirez LG, Duque JE, Aristizabal GE, et al. Secondary Syphilis in Cali, Colombia: New Concepts in Disease Pathogenesis. PLoS Negl Trop Dis. 2010; 4(5): e690.
9. de Souza Campos Fernandes RC, Medina-Acosta E. Congenital neurosyphilis. Lancet Infect Dis. 2013; 13(6): 474-475.
10. Orle KA, Gates CA, Martin DH, Body BA and Weiss JB. Simultaneous PCR Detection of Haemophilus ducreyi, Treponema
11. pallidum, and Herpes Simplex Virus Types 1 and 2 from Genital Ulcers. J Clin Microbiol. 1996; 34(1): 49-54.
12. Hay PE, Clarke JR, Strugnell RA, Taylor-Robinson D, Goldmeier D. Use of the polymerase chain reaction to detect DNA sequences specific to pathogenic treponemes in cerebrospinal fluid. FEMS Microbiol Lett. 1990; 56(3): 233-238.
13. Hay PE Clarke JR, Taylor-Robinson D, Goldmeier D. Detection of treponemal DNA in the CSF of patients with syphilis and HIV infection using the polymerase chain reaction. Genitourin Med. 1990; 66(6): 428-432.
14. Burstain JM, Grimprel E, Lukehart SA, Norgard MV, Radolf JD. Sensitive detection of Treponema pallidum by using the polymerase chain reaction. J Clin Microbiol. 1991; 29(1): 62-69.
15. Fraser CM, Norris SJ, Weinstock GM, White O, Sutton GG, Dodson R. Complete Genome Sequence of Treponema pallidum, The Syphilis Spirochete. Science. 1998; 281(5375): 375-388.
16. Pětrošová H, Pospíšilová P, Strouhal M, Čejková D, Zobaníková M, Mikalová L, et al. Resequencing of Treponema pallidum ssp. pallidum strains Nichols and SS14: correction of sequencing errors resulted in increased separation of syphilis treponeme subclusters. PLoS One. 2013; 8(9): e74319.
17. Centurion-Lara A, Castro C, Shaffer JM, Van Voorhis WC, Marra CM, Lukehart SA. Detection of Treponema pallidum by a sensitive reverse Transcriptase PCR. J Clin Microbiol. 1997; 35(6): 1348-1352.
18. Liu H, Rodes B, Chen C-Y, Steiner B. New Tests for Syphilis: Rational Design of a PCR Method for Detection of Treponema pallidum in Clinical Specimens Using Unique Regions of the DNA Polymerase I Gene. J Clin Microbiol. 2001; 39(5): 1941-1946.
19. Grange PA, Gressier L, Dion PL, Farhi D, Benhaddou N, Gerhardt P. Evaluation of a PCR test for detection of treponema pallidum in swabs and blood. J Clin Microbiol. 2012; 50(3): 546-552.
20. Chung KY, Lee MG, Lee JB. Detection of Treponema pallidum by polymerase chain reaction in the cerebrospinal fluid of syphilis patients. Yonsei Med J. 1994; 35(2): 190-197.
21. Tipple C, Hanna M, Hill S, Daniel J, Goldmeier D, McClure M, Taylor G. Getting the measure of syphilis: qPCR to better understand early infection. Sex Transm Infect. 2011; 87(6): 479-485.
22. Shields M, Guy RJ, Jeoffreys NJ, Finlayson RJ, Donovan B. A longitudinal evaluation of Treponema pallidum PCR testing in early syphilis. BMC Infect Dis. 2012; 12: 353.
23. Peng RR, Wang AL, Li J, Tucker JD, Yin YP, Chen XS. Molecular Typing of Treponema pallidum: A Systematic Review and Meta-Analysis. PLoS Negl Trop Dis. 2011; 5(11): e1273.
24. Pillay A, Liu H, Chen CY, Holloway B, Sturm AW, Steiner B, Morse SA. Molecular subtyping of Treponema pallidum subspecies pallidum. Sex Transm Dis. 1998; 25(8): 408-414.
25. Katz KA, Pillay A, Ahrens K, Kohn RP, Hermanstyne K, Bernstein KT, et al. Molecular epidemiology of syphilis--San Francisco, 2004-2007. Sex Transm Dis. 2010; 37(10): 660-663.
26. Marra C, Sahi S, Tantalo L, Godornes C, Reid T, Behets F, et al. Enhanced Molecular Typing of Treponema pallidum: Geographical Distribution of Strain Types and Association with Neurosyphilis. J Infect Dis. 2010; 202(9): 1380-1388.
27. Stamm LV, Bergen HL. A Point Mutation Associated with Bacterial Macrolide Resistance Is Present in Both 23S rRNA Genes of an Erythromycin-Resistant Treponema pallidum Clinical Isolate. Antimicrob Agents Chemother. 2000; 44(3): 806-807.
28. Michelow IC, Wendel GD Jr, Norgard MV, Zeray F, Leos NK, Alsaadi R, Sánchez PJ. Central nervous system infection in congenital syphilis. N Engl J Med. 2002; 346(23): 1792-1798.
29. García P, Grassi B, Fich F, Salvo A, Araya L, Abarzúa F, et al. Diagnóstico de la infección por Treponema pallidum en pacientes con sífilis temprana y neurosífilis mediante reacción de la polimerasa en cadena. Rev Chilena Infectol. 2011; 28(4): 310-315.
30. Koek AG, Bruisten SM, Dierdorp M, van Dam AP, Templeton K. Specific and sensitive diagnosis of syphilis using a real-time PCR for Treponema pallidum. Clin Microbiol Infect. 2006; 12(12): 1233-1236.
31. Heymans R, van der Helm JJ, de Vries HJ, Fennema HS, Coutinho RA, Bruisten SM. Clinical Value of Treponema pallidum Real-Time PCR for Diagnosis of Syphilis. J Clin Microbiol. 2010; 48(2): 497-502.
32. Limberger RJ, Slivienski LL, El-Afandi MC, Dantuono LA. Organization, transcription, and expression of the 5’ region of the fla operon of Treponema phagedenis and Treponema pallidum. J Bacteriol. 1996; 178(15): 4628-4634.
33. Chen CY, Chi KH, Pillay A, Nachamkin E, Su JR, Ballard RC. Detection of the A2058G and A2059G 23S rRNA gene point mutations associated with azithromycin resistance in Treponema pallidum by use of a TaqMan real-time multiplex PCR assay. J Clin Microbiol. 2013; 51(3): 908-913.
34. Pandori MW, Gordones C, Castro L, Engelman J, Siedner M, Lukehart S, Klausner J. Detection of azithromycin resistance in Treponema pallidum by real-time PCR. Antimicrob Agents Chemother. 2007; 51(9): 3425-3430.
35. Ghanem KG. Neurosyphilis: A historical perspective and review. CNS Neurosci Ther. 2010; 16(5): e157-68.
36. ==========================================
37. DOI: http://dx.doi.org/10.22490/24629448.1713