El pulque: características microbiológicas y contenido alcohólico mediante espectroscopia Raman.

El pulque: características microbiológicas y contenido alcohólico mediante espectroscopia Raman.

A partir de cuatro muestras de pulque (bebida mexicana prehispánica) en diferentes etapas de fermentación denominadas aguamiel, semilla, contrapunta y corrida; se aislaron e identificaron un hongo levaduriforme, un cocobacilo Gram negativo y un bacilo Gram positivo pertenecientes a los géneros Saccharomyces sp, Zymomonas sp, y Lactobacillus sp. El consorcio desarrollado fue el responsable de la fermentación, alcohólica, ácida y viscosa propias de esta bebida tradicional Mexicana.

El contenido alcohólico varió en función del tiempo de fermentación alcanzando porcentajes de 10.35 (v/v) y 9.01 (v/v) determinados por cromatografía de gases y espectroscopia Raman para la etapa denominada «corrida». El producto terminado tiene un elevado contenido de proteínas (1 g/L), azúcares reductores (4.75 g/L) y poblaciones microbianas en ordenes de 45x108 UFC/mL para Saccharomyces sp, 41x107 UFC/mL para Zymomonas sp y 34x106 UFC/mL para Lactobacillus sp, que le dan a la bebida un elevado valor nutricional y los microorganismos aislados podrían tener un efecto benéfico sobre sistema digestivo al ser consumido por vía oral.

1. Peña-Alvarez A, Díaz L, Medina A, Labastida C, Capella S, Vera L. Characterization of three Agave species by gas chromatography and solid-phase microextraction–gas chromatography–mass spectrometry. J Chromatography. 2004;1027:131-136.
2. Escalante A, Rodriguez M, Martinez A, López-Munguía A, Bolivar F, Gosset G. Characterization of bacterial diversity in Pulque a traditional Mexican alcoholic fermented beverage, as determined by 16S rDNA analysis. FEMS Microbiol Letters. 2004;235:273-279.
3. Chellapandian M, Larios M, Sanchez-Gonzalez C, Lopez M. Production and properties of a dextransucrase from Leuconostoc mesenteroides IBT-PQ isolated from ‘pulque’, a traditional Aztec alcoholic beverage. J Ind Microbiol Biotechnol. 1988;21:51-56.
4. Zhisheng Y, Hongxun Z. Pretreatments of cellulose pyrolysate for ethanol production by Saccharomyces cerevisiae, Pichia sp. YZ-1 and Zymomonas mobilis. Biomass and Bioenergy. 2003;24: 257–262.
5. Lemus-Fuentes E. Los Enemas prehispánico como instrumentos ara Aplicar probioticos. Temas de Ciencias y Tecnología. 2006;10:17-26.
6. Furst P, Coe M. Ritual enemas. Natural History. 1977;86:88-91.
7. Maldonado C, Bayona M, Poutou R. Efecto antagónico de Zymomonas mobilis spp. Frente a Salmonella sp. y Proteus mirabilis. Unv Scient 2001;6:17-25.
8. Fuller R. Probiótics in man and animals. J Appl. Bacteriol. 1989;66:365-378.
9. Doyle M. Microbiología de los alimentos. Fundamentos y fronteras. 2ª ed. Zaragoza España: Acribia; 2001.
10. Sosa D, Navarro A, Matiz A, Quevedo B, Pedroza A. Obtención de etanol a partir de almidón de papa proveniente del sector agrícola. En: VII Congreso Latinoamericano de Microbiología e Higiene de Alimentos IV Congreso Internacional de Microbiología Industrial. Bogotá; 2001. p. 12-23.
11. Poutou R, Gómez A.L, Torres C, Matiz A. Producción de etanol con cepas autóctonas de Zymomonas mobilis spp. (Parte I: Aislamiento y caracterización bioquímica. Distritalia. 2000;2:49-57.
12. Poutou R, Pedroza-Rodríguez A. Expresión de – galactosidasa con cepas nativas de Lactobacillus plantarum y Lactobacillus casei sb. casei. En un subproducto de la Industria Láctea. Distritalia. 2000;2:11– 21.
13. Meza R.A, Monroy A.F, Mercado M, Poutou R.A, Rodriguez P, Pedroza A. M. Study of stability in real time of cryopreserved strain banks. Univ Scient 2004;9:35-42.
14. Sneath P, Mair N, Sharpe E, Holt J. Bergey¨s Manual of Systematic Bacteriology. Baltimore USA. Williams & Wilkins. 1984.
15. Pedroza A.M, Mosqueda R, Del Rió P, Rodríguez-Vázquez R. Colonización de soportes inertes con hongos de podredumbre blanca para el tratamiento de aguas residuales de la industria papelera. En: VIII Congreso Nacional de Microscopía. Acapulco; 2006. p. 132-133.
16. Ríos E, Calva G. Aplicaciones de la cromatografía de gases y líquidos en Biotecnología. En Aspectos Aplicados de la Biotecnología. México D.F. Instituto Politécnico Nacional; 1999.
17. Miller G. Use of dinitrosalicílic acid reagent for determination of reducing sugar. Ann. Chem. 1958;35:426-428.
18. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein dye binding. Ann. Biochem. 1976;72:248- 254.
19. Botes A, Svetoslav D, Johan W, Mollendorff V, Botha A, Dicks L.M.T. Identification of lactic acid bacteria and yeast from Boza. Process. Biochem. 2007;42:267-270.
20. Giannoutsou E.P, Meintanis C, Karagouni A.D. Identification of yeast strains isolated from a two-phase decanter system olive oil waste and investigation of their ability for its fermentation. Bioresour. Technol. 2004;93:301–306.
21. Renouf V, Claisse O, Lonvaud-Funel A. rpoB gene: A target for identification of LAB cocci by PCR-DGGE and melting curves analyses in real time PCR. J. Microbiol. Methods. 2006;67:162–170.
22. Todorov S.D. and Dicks L.M.T. Screening for bacteriocinproducing lactic acid bacteria from Boza, a traditional cereal beverage from Bulgaria Comparison of the bacteriocins. Process. Biochem. 2006;41:11-19.
23. Paramithiotis S, Gioulatos S, Tsakalidou E, Kalantzopoulos G. Interactions between Saccharomyces cerevisiae and lactic acid bacteria in sourdough. Process. Biochem. 2006;41:2429-2433.
24. Galindo R. Con apoyo Biotecnológico renace bebida milenaria. periodistasenlínes org. [revista en Internet] 2007 [Acceso 20 de octubre de 2007]. Disponible en: http://www.periodistasenlinea.org
25. Deseai KM, Akolkar S-K, Badhe YO, Tambe SS, Lele SS. ptimization of fermentation media for exopolysaccharide production from Lactobacillus plantarum using artificial intelligencebased techniques. Process Biochem. 2006;41:1842-1848.
26. -----------------------------------------------------------------------------------
27. DOI: http://dx.doi.org/10.22490/24629448.382