Evaluación de la prueba ELISA usando una cepa de campo como antígeno, para detectar anticuerpos contra el virus de la Rinotraqueitis Bovina Infecciosa

Evaluation of ELISA test use of field strain (antigen) to detect antibodies against InfectiousBovine Rhinotracheitis virus

El siguiente estudio estableció un inmunoensayo enzimático ELISA, usando partículas virales fraccionadas de una cepa de campo del virus IBR, este mostró una alta sensibilidad y especificidad y una baja tasa de falsos negativos y positivos. Los sueros bovinos positivos y negativos, con los cuales se normalizó la técnica de ELISA, fueron analizados por seroneutralización para determinar anticuerpos anti IBR; se recolectaron sueros negativos y positivos con títulos 1:4 a 1:128 y se consideró la dilución del suero bovino 1:50, como la dilución óptima para la técnica de ELISA. Por otra parte, se utilizó el coeficiente de variación BR, para analizar el grado de repetitibilidad de las absorbancias obtenidas de los sueros positivos y negativos, se obtuvo resultados menores del 20%, lo que indico una adecuada repetitibilidad y un bajo coeficiente de variación. La sensibilidad y especificidad encontrada fue de 96 y 98% respectivamente, teniendo como prueba de referencia la seroneutralización. Los resultados obtenidos, determinan que la prueba de ELISA con partículas virales fraccionadas de una cepa de campo, detecta anticuerpos anti IBR con alta sensibilidad y especificidad, siendo una herramienta para el mejoramiento diagnóstico de la enfermedad.

1. Babiuk LA, Wardley RC, Rouse BT. Defense mechanisms against bovine herpesvirus: relationship of virus host cells events to susceptibility to antibody complement lysis. Infect Immun 1975; 12:958-63.
2. Bradford M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein. Anal Biochem 1976; 72: 248.
3. Ciacci-Zanella J, Stone M, Henderson G, Jones CM. The latencyrelated gene of bovine herpes virus 1 inhibits programmed cell death. J Virol 1999; 73(12):9734-40.
4. Deutscher MP. Guide to protein purification. EUA. Academic Press INC: 1990; 182p.
5. Fenner F, y otros. Virología Veterinaria. Editorial Acribia S.A.;1992.
6. Graham DA, McShane J, Mawhinney KA, McLaren IE, Adair BM, Merza M. Evaluation of a single dilution ELISA system for detection of seroconversion to bovine viral diarrhea virus, bovine respiratory syncytial virus, parainfluenza virus and Infectious Bovine Rhinotracheitis virus: comparison with testing by virus neutralization and hemagglutination inhibition. J Vet Diag Inves 1998; 10(1): 43-8.
7. Jacobson RH. Validación de pruebas serológicas para el diagnóstico de enfermedades infecciosas. Rev Sci Tech Off Int Epiz 1998; 17(2):507-26.
8. Kairs R.F. Infectious bovine rhinotracheitis: A review and update. J Am Vet Med Assoc 1977; 71:1055-64.
9. Kramps JA, Magdalena J, Quak J, Weerdmeester K, Kaashoek Maris-veldhuis MA, Rijsewijk Fam, et al. A simple, specific and highly sensitive blocking enzyme-linked immunosorbent assay for detection of antibodies to bovien herpesvirus 1. J Clin Microbiol 1994; 32(9):2175-2181.
10. Lemaire M, Meyer G, Baranowski E, Schynts F, Wellemans G, Kerkhofs P, et al. Production of bovine herpesvirus type 1 seronegative latent carriers by administration of a liveattenuated vaccine in passively immunized calves. J Clin
11. Microbiol 2000; 38(11):4233-8.
12. Misra V, Blumenthal M, Babiuk LA. Proteins specified by bovine Herpesvirus 1 (Infectious Bovine Rhinotracheitis Virus). J Virol 1981; 40(2):367-378.
13. Mohanty SB, Dolla SK. Virología Veterinaria. 1a ed. México: Editorial Interamericana; 1983.
14. Molano D, Rodríguez JL, Ramírez G, Villamil LC. Caracterización electroforética e inmunológica de una cepa de campo del virus de la rinotraqueitis infecciosa bovina y su comparación con cepas de referencia. Rev Med Vet Zootec 1996; 44:35-8.
15. Pritchard GC, Krikwood GM, Sayers AR. Detecting antibodies to Infectious Bovine Rhinotracheitis and BVD virus infection using milk samples from individual cows. Vet Rec 2002; 150(6):182-3.
16. Pritchard GC, Banks M, Vernon RF. Subclinical breakdown with Infectious Bovine Rhinotracheitis virus infection in dairy herd of high health status. Vet Rec 2003; 153(4):113-7.
17. Sambrook J, Fritsch EF, Maniatis T. Molecular cloning a Laboratory Manual. 2a ed. U.S.A: Cold Spring Harbor Laboratory Press; 1989.
18. Solis Calderon JJ, Segura Correa VM, Segura Correa JC, Alvarado Islas A. Seroprevalence and risk factors of Infectious Bovine Rhinotracheitis in beef cattle herds of Yucatan, Mexico. Prev Vet Med 2003; 57(4):199-208.
19. VanDrunen Littel Van den hurk S, Van den hurk JV, Gilchrist JE, Misra V, Babiuk LA. Interactions of monoclonal antibodies and bovine Herpesvirus type 1 (BHV-1) glycoproteins: characterization of their biochemical and immunological properties. Virol 1984; 135:466-79
20. VanDrunen littel Van den hurk S, Babiuk LA. Synthesis and processing of Bovine Herpesvirus 1 glycoproteins. J Virol 1986; 59(2):401-10.
21. Wellenberg GJ, Verstraten E, Mars MH, Van Oirschot JT. ELISA detection of antibodies to glycoprotein E of bovine herpesvirus 1 in bulk milk samples. Vet Record 1998; 28:219-20.
22. -------------------------------------------------------------------------------DOI: http://dx.doi.org/10.22490/24629448.5